提起显微操纵器，只想到膜片钳实验中夹持玻璃微电极的作用？不不不，现在RWD MM-500电动显微操纵器能提供的远不止于此。下面将详细介绍微操在膜片钳、显微注射、其他等方面的应用。

膜片钳实验 

作用方式： 通过移动夹持在放大器探头上的玻璃微电极，根据选择的记录模式（细胞贴附式、全细胞模式等），完成微电极与细胞膜的紧密封接，记录细胞膜上的微弱信号。

MM-500电动显微操纵器性能稳定、功能丰富、体积小巧、智能简便，是您膜片钳实验的得力小助手~

作用场景：

离子通道疾病研究 [1]；

离子通道功能研究 [2]；

活性药物筛选研究 [3]；

药物作用机制研究 [4]；

……

【1】离子通道疾病的主要类型。 

【2】膜片钳实验测量离子通道活性，以乙酰胆碱敏感钾通道 (IK.ACh) 为例。

【3】使用在体传统方式和离体新型方式的心脏药物筛选对比。新型药物筛选方式利用人源性多能干细胞衍生的心肌细胞，暴露于心脏活性药物后通常使用膜片钳实验和微电极阵列 (MEA) 测量动作电位持续时间、场电位持续时间等。

【4】使用膜片钳实验对离体细胞进行不同药物作用机制研究。

 显微注射实验 

一、MM-500 电动显微操纵器& R480玻璃微电极注射泵

作用方式： 通过移动夹持在R480 玻璃微电极注射泵上的玻璃微电极进行纳升级定量定速的注射或抽吸。

MM-500电动显微操纵器可搭配R480玻璃微电极注射泵进行纳升级显微注射实验，以恒定速度和位移稳定移动玻璃微电极，夹持角度随意调节。便捷易用，省心省力~

作用场景：

爪蟾卵母细胞的RNA显微注射 [5]；

斑马鱼胚胎显微注射 [6]；

昆虫及原生动物卵细胞、幼体等注射（如果蝇 [7]、线虫 [8]等）；

哺乳动物细胞的显微注射 [9]；

……

【5】注射DNA和RNA到非洲爪蟾卵母细胞。首先，将pAnap注入非洲爪蟾卵母细胞核(1)。6-24h后，将Anap和通道RNA共同植入植物极(2)。

【6】斑马鱼胚胎的显微注射。

a、显微注射所需设备。

b、最近受精的卵。显示了单细胞阶段胚胎的早期（左）和晚期（右）阶段。

c、显微注射板：带有V形凹槽的亚克力板，用于容纳胚胎。

d、单细胞期胚胎排列在凹槽中进行显微注射。

e、通过使用玻璃微电极穿过绒毛膜并穿透卵裂球，将DNA注射到胚胎中。

【7】通过注射氯膦酸盐脂质体来消耗黑腹果蝇和埃及伊蚊的吞噬免疫细胞。

【8】用于线虫RNA干扰的dsRNA的不同给药模式。通过浸泡或喂养表达dsRNA细菌的方式使dsRNA进入线虫体内。注入体腔后信号可进行全身传播。注入雌性的性腺中可以传递给下一代，而无论系统传播如何。

【9】通过显微注射技术并使用CRISPR/Cas9生成基因修饰小鼠。用玻璃微注射针将gRNA和Cas9蛋白注射到小鼠胚胎的雄性原核中。在生成敲入小鼠时，DNA供体也被注射到原核中。第二天在2细胞阶段发育的胚胎被转移到假孕雌性小鼠的输卵管中，18-20天后，F0小鼠出生。

二、MM-500 电动显微操纵器& KDS Legato 130微量注射泵

作用方式： 通过移动夹持在KDS微量注射泵上的注射针进行微升级定量定速的注射或抽吸。

MM-500电动显微操纵器可搭配KDS Legato 130微量注射泵进行微升级显微注射实验，夹持的范围广，稳定性高，夹持角度随意调节，是您注射实验的不二选择~

作用场景：

微量注射给药；

颅内病毒、示踪剂注射 [10]；

眼球注射 [11]；

……

【10】AAV1/GFP载体脑定向注射到海马区域(CA3)。

【11】新生大鼠左眼，显示了大致的注射角度和外赤道的位置。

 其他应用 

作用方式： 通过移动夹持物可对不同材料进行压力测试等。

作用场景：

水凝胶的微尺度弹性模量测试 [12]；

猪笼草口缘区仿生材料性能测试 [13]；

……

【12】(A)和(B)实验装置示意图（不按比例）。带有球形探针的原子力显微镜悬臂被压入弹性基板中。随着基板向上移动距离z，悬臂弯曲距离d，基板缩进距离δ；(C)使用荧光显微镜显示了微操连接探针上荧光三聚氰胺珠；(D)探针的俯视和侧视显微图示。

【13】猪笼草唇表面定向水运的原位光学观察。

a、猪笼草捕虫笼的光学图像，显示了明显的捕食者唇（左）以及唇的横截面图像（右）。长10-15厘米，唇在其上缘。唇呈拱形，由内向外相距约1-2厘米。

b、用微注射器将水滴（与蓝色墨水混合）滴在唇上；这种液滴可以克服重力在几秒钟内从内侧定向输送到外侧（不是相反方向）。红色箭头表示水运方向。

【参考文献】

[1] https://sophion.com/applications/other/

[2] MJ Ackerman et al. Ion channels–basic science and clinical disease [J]. New England Journal of Medicine, 1997, 336(22): 1575-1586.

[3] NM Mordwinkin et al. A review of human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes for high-throughput drug discovery, cardiotoxicity screening, and publication standards [J]. Journal of Cardiovascular Translational Research, 2013, 6: 22-30.

[4] http://english.simm.cas.cn/rp/201111/t20111121_79138.html

[5] Kalstrup, T., Blunck, R. Voltage-clamp fluorometry in Xenopus oocytes using fluorescent unnatural amino acids [J]. Journal of Visualized Experiments, 2017, 123: e55598.

[6] Miyasaka N.,Wakisaka N.,Yoshihara Y.Genetic mosaic labeling and immunofluorescence techniques in zebrafish brain [M]. Immunocytochemistry and Related Techniques, 2015, 101: 81-92.

[7] Ramesh Kumar J, Smith JP, Kwon H and Smith RC. Use of clodronate liposomes to deplete phagocytic immune cells in drosophila melanogaster and aedes aegypti [J]. Frontiers in Cell and Developmental Biology, 2021, 9: 627976.

[8] Félix, MA. RNA interference in nematodes and the chance that favored Sydney Brenner [J]. Journal of Biology, 2008, 7: 34.

[9] Nishizono H, Yasuda R and Laviv T. Methodologies and challenges for CRISPR/Cas9 mediated genome editing of the mammalian brain [J]. Frontiers in Genome Editing, 2020, 2: 602970.

[10] Koichi Miyake, Noriko Miyake and Takashi Shimada. Gene delivery into the central nervous system (CNS) using AAV vectors [J]. 2015，26：49417.

[11] Corson TW, et al. Multimodality imaging methods for assessing retinoblastoma orthotopic xenograft growth and development [J]. PLoS ONE, 2014, 9(6): e99036.

[12] Chad D. Markert, et al. Characterizing the micro-scale elastic modulus of hydrogels for use in regenerative medicine [J]. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials, 2013, 27: 115-127.

[13] Chen, H, et al. Continuous directional water transport on the peristome surface of Nepenthes alata [J]. Nature, 2016, 532: 85–89.